Le proteine sono macromolecole biologiche straordinariamente articolate sia nella struttura sia nella funzione. Dal punto di vista chimico, esse sono polimeri di amminoacidi che, una volta assemblati in catene polipeptidiche, si ripiegano in architetture tridimensionali specifiche stabilizzate prevalentemente da interazioni non covalenti tra porzioni distinte della stessa catena. L’evoluzione ha affinato nel tempo sia l’assetto strutturale sia le proprietà funzionali di ciascuna proteina, dando luogo a un’ampia varietà di forme e attività. La conoscenza della struttura a risoluzione atomica permette di comprendere come la conformazione determini la funzione nel contesto cellulare, in accordo con il principio secondo cui la forma è intimamente connessa all’attività biologica. Nel descrivere le proteine, è utile distinguere tra: organizzazione primaria (sequenza amminoacidica), secondaria (motivi locali, come α-eliche e foglietti β), terziaria (ripiegamento complessivo della singola catena) e quaternaria (assemblaggio di più subunità), livelli che emergono dalla stessa chimica del polipeptide e dal suo ambiente.

Le proteine sono costruite impiegando principalmente 20 amminoacidi standard, ciascuno dotato di proprietà fisico-chimiche distintive. Ciascuna catena è formata da amminoacidi uniti da legami peptidici covalenti che collegano il gruppo carbossilico di un residuo al gruppo amminico del successivo (Figura 01.16-01). Per questo motivo le proteine sono dette anche polipeptidi, e le loro catene, catene polipeptidiche. La sequenza amminoacidica, unica per ogni proteina, è rigorosamente conservata per quella specifica molecola; ad esempio, tutte le molecole di emoglobina umana condividono la medesima sequenza per ciascuna delle loro subunità.

L’ossatura polipeptidica è una ripetizione regolare di atomi disposti secondo lo schema –N–C–C–, comune a tutti gli amminoacidi (Figura 01.16-02). Le due estremità della catena sono chimicamente distinte: l’estremo con il gruppo amminico libero è detto N-terminale, quello con il gruppo carbossilico libero è il C-terminale. Dall’ossatura sporgono le catene laterali (gruppi R), non coinvolte direttamente nel legame peptidico, responsabili delle proprietà peculiari di ciascun amminoacido (Figura 01.16-02). Alcune catene laterali sono apolari e idrofobe, altre polari o cariche, altre ancora particolarmente reattive. La (Figura 01.16-03) riassume struttura e denominazioni dei 20 amminoacidi proteici.

Le catene polipeptidiche sono intrinsecamente flessibili perché diversi legami a singolo legame dell’ossatura consentono rotazioni dei diedri attorno all’atomo di Cα; tali rotazioni, note come angoli φ (phi) e ψ (psi), definiscono lo spazio conformazionale accessibile. Non tutte le combinazioni sono però permesse: vincoli sterici e preferenze energetiche, sintetizzate dal diagramma di Ramachandran, limitano le conformazioni adottabili. In questo contesto, la forma finale è selezionata e mantenuta da una rete di interazioni deboli che coinvolgono sia l’ossatura sia le catene laterali:

• legami a idrogeno, che stabilizzano motivi locali (come α-eliche e foglietti β) e contatti a lungo raggio;
• interazioni elettrostatiche (incluse coppie ioniche o “salt bridge”) tra residui carichi di segno opposto;
• forze di van der Waals, dovute a interazioni dipolari transitorie a corto raggio;
• effetto idrofobico, che promuove il raggruppamento di catene laterali apolari in regioni schermate dall’acqua.

Poiché ciascuna di queste interazioni ha forza individuale modesta rispetto a un legame covalente, la stabilità complessiva della conformazione dipende dall’azione combinata di molti contatti cooperativi (Figura 01.16-04). Un contributo cruciale deriva dall’effetto idrofobico: in ambiente acquoso, i residui apolari tendono a segregare dall’acqua e a concentrarsi nel cuore della proteina ripiegata, minimizzando la perturbazione della rete di legami a idrogeno del solvente. Residui come leucina, valina, fenilalanina e triptofano (Figura 01.16-03) si localizzano perciò tipicamente all’interno, mentre residui polari o carichi, come arginina, glutammina e istidina, si dispongono verso la superficie dove possono formare legami a idrogeno e interazioni elettrostatiche con l’acqua e con altre molecole polari (Figura 01.16-05). Quando residui polari si trovano all’interno, di frequente stabiliscono legami a idrogeno con altri gruppi polari o con l’ossatura, contribuendo ulteriormente alla stabilità (Figura 01.16-06). In aggiunta alle forze non covalenti, in talune proteine possono formarsi ponti disolfuro tra residui di cisteina, che fungono da “cravatte” covalenti stabilizzanti in ambienti ossidanti.

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Legame peptidico

Gli amminoacidi si uniscono tramite legame peptidico, un legame covalente che si forma tra il carbonio (C) del gruppo carbossilico (-COOH) di un amminoacido e l’azoto (N) del gruppo amminico (-NH₂) di un altro. La reazione avviene con eliminazione di una molecola di H₂O (reazione di condensazione) e genera un dipeptide con legame -CO–NH-. Nello schema: carbonio nero, azoto blu, ossigeno rosso, idrogeno bianco.

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Struttura polipeptidica

La struttura primaria di una proteina corrisponde alla sequenza lineare degli amminoacidi che la costituiscono, uniti da legami peptidici. La catena polipeptidica presenta un’estremità N-terminale (gruppo amminico libero) e un’estremità C-terminale (gruppo carbossilico libero). Pur essendo il livello più semplice di organizzazione, è essenziale perché condiziona le strutture superiori (secondaria, terziaria e quaternaria) e quindi la funzione della proteina.

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Struttura polipeptidica

La struttura primaria di una proteina corrisponde alla sequenza lineare degli amminoacidi che la costituiscono, uniti da legami peptidici. La catena polipeptidica presenta un’estremità N-terminale (gruppo amminico libero) e un’estremità C-terminale (gruppo carbossilico libero). Pur essendo il livello più semplice di organizzazione, è essenziale perché condiziona le strutture superiori (secondaria, terziaria e quaternaria) e quindi la funzione della proteina.

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Amminoacidi nelle proteine

Nelle proteine sono presenti in genere 20 amminoacidi. Per ciascuno si utilizzano abbreviazioni a tre lettere e a una lettera, insieme alle caratteristiche principali della catena laterale (gruppo R). Le catene laterali possono essere polari (idrofile) oppure non polari (idrofobe), in proporzioni complessivamente simili. Inoltre, circa metà delle catene laterali polari risulta carica positivamente o negativamente a pH neutro in soluzione acquosa.

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Legami non covalenti e ripiegamento

La figura mostra come legami a idrogeno, interazioni ioniche, interazioni idrofobiche e forze di Van der Waals contribuiscano al ripiegamento e alla stabilità della struttura proteica. Singolarmente deboli, queste interazioni risultano molto efficaci quando agiscono insieme. Sono inoltre evidenziati i ponti disolfuro tra residui di cisteina, che aumentano ulteriormente la stabilità.

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Amminoacidi nelle proteine

Nelle proteine sono presenti in genere 20 amminoacidi. Per ciascuno si utilizzano abbreviazioni a tre lettere e a una lettera, insieme alle caratteristiche principali della catena laterale (gruppo R). Le catene laterali possono essere polari (idrofile) oppure non polari (idrofobe), in proporzioni complessivamente simili. Inoltre, circa metà delle catene laterali polari risulta carica positivamente o negativamente a pH neutro in soluzione acquosa.

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Forze idrofobe nel ripiegamento

Le interazioni tra catene laterali guidano il ripiegamento proteico verso una conformazione stabile. I residui non polari tendono a concentrarsi all’interno formando un nucleo idrofobo, mentre la struttura viene ulteriormente stabilizzata da legami a idrogeno, interazioni ioniche tra gruppi carichi e ponti disolfuro tra residui di cisteina, che creano collegamenti covalenti tra regioni distanti della catena.

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Un modello a sfere e bastoncini di un’α-elica

Questo modello a sfere e bastoncini mostra i legami a idrogeno intramolecolari (all’interno della stessa catena) tra gli atomi di ossigeno dei gruppi carbonilici e gli atomi di idrogeno dei gruppi ammidici. Ogni giro dell’elica comprende 3,6 amminoacidi. Si noti che le catene laterali sono orientate verso l’esterno dell’elica.

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Ogni proteina tende a ripiegarsi nella conformazione tridimensionale favorita termodinamicamente dalla propria sequenza amminoacidica. La stabilità relativa delle conformazioni è governata dall’energia libera di Gibbs, riassunta dall’espressione \( \Delta G = \Delta H - T \Delta S \). In acqua, il ripiegamento bilancia contributi entalpici (numerose interazioni specifiche all’interno della proteina) e contributi entropici: se da un lato la catena perde libertà conformazionale, dall’altro il solvente guadagna entropia quando i residui idrofobi vengono sequestrati dal nucleo proteico. Nel complesso, la conformazione nativa corrisponde a un minimo locale (spesso globale) di \( G \) e il processo risulta favorito, con rilascio di calore e incremento del disordine del sistema complessivo proteina–solvente.

Queste considerazioni sono state corroborate da studi su proteine purificate. L’applicazione di agenti denaturanti in grado di rompere le interazioni non covalenti, come urea o cloridrato di guanidinio, o di agenti riducenti per scindere ponti disolfuro, induce la perdita della struttura nativa e produce catene flessibili prive di attività specifica. Rimuovendo i denaturanti e ripristinando condizioni fisiologiche, molte proteine recuperano spontaneamente la loro conformazione originaria, fenomeno noto come rinaturazione (Figura 01.16-07). Ciò dimostra che l’informazione necessaria a specificare la struttura tridimensionale è codificata nella sequenza primaria.

Nell’ambiente cellulare, ricco di macromolecole e potenziali superfici d’aggregazione, il ripiegamento è assistito da proteine chaperon. Alcune si legano transitoriamente a catene nascenti o parzialmente ripiegate, impedendo interazioni indesiderate e facilitando l’accesso al percorso energeticamente più favorevole (Figura 01.16-08); altre, dette chaperonine, forniscono vere e proprie “camere di isolamento” in cui la catena può ripiegarsi lontano dal rischio di aggregazione (Figura 01.16-09). In molte di queste reazioni l’idrolisi di ATP dirige cicli di legame e rilascio che aumentano l’efficienza del processo. È importante sottolineare che le chaperon non determinano la struttura finale: la conformazione nativa resta specificata dalla sequenza; esse accelerano e rendono più affidabile il raggiungimento di tale stato.

Benché per la maggior parte delle proteine la conformazione nativa sia ben definita e stabile, piccole variazioni indotte dall’interazione con ligandi, altre proteine o modificazioni post-traduzionali possono modulare in modo regolato la struttura e, di conseguenza, la funzione. Queste dinamiche conformazionali, alla base di fenomeni come l’allosteria e l’induced fit, sono essenziali per l’attività catalitica degli enzimi, la trasduzione del segnale e il riconoscimento molecolare. D’altra parte, la presenza di stati meta-stabili e di “trappole” nell’energia paesaggistica del ripiegamento può, in condizioni sfavorevoli, sfociare in misfolding e aggregazione; la cellula limita tali eventi grazie alla sorveglianza delle chaperon e a sistemi di qualità proteica.

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Denaturazione e rinaturazione di una proteina

È raffigurato il processo di denaturazione (srotolamento/unfolding) e rinaturazione (ripiegamento/refolding) di una proteina. I riquadri rossi indicano interazioni stabilizzanti, come legami disolfuro, legami a idrogeno e/o legami ionici.

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Proteine chaperon

Le proteine chaperon regolano il ripiegamento delle proteine appena sintetizzate legandosi a catene polipeptidiche nascenti o parzialmente ripiegate. In questo modo impediscono interazioni errate e favoriscono l’acquisizione della conformazione tridimensionale più stabile dal punto di vista energetico. Questo processo richiede energia fornita dall’idrolisi dell’ATP.

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Chaperoni come camere di isolamento

Alcune proteine chaperone agiscono come camere di isolamento in cui un polipeptide può ripiegarsi correttamente. La chaperone forma una struttura a barile con una cavità chiusa che protegge la catena appena sintetizzata dall’aggregazione nel citoplasma. Il processo richiede ATP, impiegato soprattutto per controllare l’associazione e la dissociazione del cappuccio (cap) che chiude e riapre la camera di ripiegamento.

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Tra le macromolecole cellulari, le proteine sono quelle con la più ampia diversità strutturale. Le catene polipeptidiche possono essere molto corte, circa 30 amminoacidi, oppure estremamente lunghe, superando le 10 000 unità; la maggior parte rientra comunque nell’intervallo 50–2000 residui. Le architetture spaziali comprendono conformazioni globulari e fibrose; si organizzano in filamenti, fogli, anelli e strutture quasi sferiche (Figura 01.16-10). Strutture di questo tipo ricorreranno più volte nelle pagine che seguono. Sfruttando tecniche strutturali complementari, sono state caratterizzate ormai oltre 100 000 proteine, e il numero continua a crescere con il contributo di diffrazione a raggi X, criomicroscopia elettronica e risonanza magnetica nucleare, insieme ai principali repertori internazionali (per esempio il Protein Data Bank).

La maggior parte delle proteine adotta una conformazione tridimensionale irregolare e intricata, spesso difficilmente descrivibile in modo esaustivo. Per intuire la complessità di tali conformazioni può essere utile osservare una proteina di dimensioni ridotte, come la proteina batterica di trasporto HPr, formata da soli 88 amminoacidi e implicata nel trasferimento di zuccheri nelle cellule batteriche. La sua struttura tridimensionale è rappresentata in quattro modalità nella (Figura 01.16-11), ciascuna utile a mettere in evidenza aspetti differenti:

• tracciato dell’ossatura polipeptidica (Figura 01.16-11), che fornisce la mappa generale del percorso della catena e consente un confronto diretto tra proteine imparentate;
• modello a nastro (Figura 01.16-11), che enfatizza gli elementi di struttura secondaria e i loro ripiegamenti;
• rappresentazione a bastoncini o “a filo ramificato” (Figura 01.16-11), utile a localizzare tutte le catene laterali e a inferire quali residui possano partecipare alla funzione;
• modello a spazio pieno (Figura 01.16-11), che delinea la superficie accessibile ai solventi, evidenziando i residui esposti e il modo in cui la proteina interagisce con piccole molecole o con altre macromolecole.

All’aumentare delle dimensioni proteiche, o quando più subunità si associano in complessi, la visualizzazione richiede strumenti grafici e algoritmi che consentano rotazioni, zoom e sezionamenti, come illustrato in (Figura 01.16-11). Il confronto sistematico di strutture tridimensionali evidenzia che, pur essendo ogni architettura globale unica, ricorrono motivi conformazionali preferenziali, come discussi nei paragrafi successivi.

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Varietà delle proteine

Il Protein Data Bank (PDB) è un archivio per dati di struttura in 3-D di proteine e acidi nucleici. Questi dati, ottenuti soprattutto grazie alla cristallografia ai raggi X o alla spettrografia NMR, depositati da biologi e biochimici di tutto il mondo, sono di pubblico dominio e sono accessibili gratuitamente. Il database è il deposito centrale dei dati biologici di struttura.

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Rappresentazione della conformazione proteica

Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Rappresentazione della conformazione proteica

Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Rappresentazione della conformazione proteica

Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Rappresentazione della conformazione proteica

Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Rappresentazione della conformazione proteica

Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Analisi classiche di materiali biologici come capelli e seta, condotte oltre mezzo secolo fa, portarono all’individuazione di due modalità di ripiegamento condivise da numerose proteine. La prima, l’α‑elica, venne identificata nell’α‑cheratina, proteina abbondante nell’epidermide e nei suoi derivati (peli, unghie, corna). Poco dopo fu riconosciuto un secondo motivo, il foglietto β, nella fibroina, componente fondamentale della seta. L’adozione di lettere greche riflette l’ordine storico delle scoperte.

Entrambe le conformazioni sono favorite dalla formazione di legami a idrogeno tra i gruppi N–H e C=O dell’ossatura peptidica (Figura 01.16-06). Poiché questi legami coinvolgono la dorsale polipeptidica e non le catene laterali, sequenze amminoacidiche diverse possono generare α‑eliche o foglietti β, producendo pattern regolari e ripetitivi. Le caratteristiche geometriche di tali motivi e le convenzioni grafiche con cui vengono rappresentati nei modelli sono sintetizzate nelle (Figura 01.16-12) e (Figura 01.16-13). Considerazioni steriche, spesso visualizzate nel diagramma di Ramachandran, indicano le regioni angolari consentite per i legami peptidici coerenti con α‑eliche e foglietti β.

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Un modello a sfere e bastoncini di un’α-elica

Questo modello a sfere e bastoncini mostra i legami a idrogeno intramolecolari (all’interno della stessa catena) tra gli atomi di ossigeno dei gruppi carbonilici e gli atomi di idrogeno dei gruppi ammidici. Ogni giro dell’elica comprende 3,6 amminoacidi. Si noti che le catene laterali sono orientate verso l’esterno dell’elica.

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α-elica e β-foglietto nelle proteine

La struttura secondaria delle proteine comprende principalmente α-elica e foglietto β. L’α-elica è una spirale stabilizzata da legami a idrogeno tra residui vicini della catena polipeptidica. Il foglietto β è formato da catene estese affiancate, parallele o antiparallele, tenute insieme da legami a idrogeno tra filamenti adiacenti.

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Struttura dell’emoglobina umana.

L’emoglobina (αβ)₂ è un tetramero formato da 2 subunità α e 2 β, ciascuna con un gruppo eme contenente ferro. La cooperatività tra subunità aumenta l’affinità per O₂ durante il legame.

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La forma elicoidale è comune in natura perché corrisponde a un’organizzazione regolare ottenuta allineando unità simili in modo sfalsato, analogamente a una scala a chiocciola (Figura 01.16-14). La chiralità distingue eliche destre e sinistre (Figura 01.16-14): il verso non muta capovolgendo l’elica, mentre si inverte con una riflessione allo specchio.

Nell’α‑elica, la catena polipeptidica si avvolge su sé stessa formando un cilindro compatto stabilizzato da legami a idrogeno intrafilamento tra il gruppo C=O del residuo i e il gruppo N–H del residuo i+4 (Figura 01.16-12). La geometria risultante presenta \(3{,}6\) residui per giro e un passo di circa \(5{,}4\) Å per avvolgimento, con un’andatura normalmente destrosa nelle proteine naturali. La stabilità dell’elica è modulata dalla natura delle catene laterali, che possono favorire o ostacolare l’impaccamento locale.

Tratti elicoidali compaiono con alta frequenza nelle proteine di membrana. Nel passaggio attraverso il doppio strato fosfolipidico, segmenti transmembrana adottano tipicamente la conformazione di α‑elica e mostrano un arricchimento in residui idrofobi; in tal modo, l’ossatura polipeptidica, polare, soddisfa internamente i propri legami a idrogeno, mentre le catene laterali apolari schermano l’elica dall’ambiente lipidico (Figura 01.16-15). Questo principio è cruciale per recettori, canali e trasportatori integrali di membrana.

Quando due o più α‑eliche mostrano facce idrofobe complementari, possono avvolgersi l’una sull’altra dando origine a strutture superavvolte (coiled‑coil), particolarmente stabili (Figura 01.16-16). Una caratteristica frequente in tali segmenti è il motivo a eptade, con posizioni a e d preferenzialmente idrofobiche, che promuove l’associazione elica‑elica e riduce l’esposizione al solvente acquoso. Le eliche superavvolte costituiscono il nucleo meccanico di proteine allungate come l’α‑cheratina, impalcatura delle fibre intracitoplasmatiche dell’epidermide, e la miosina, motore della contrazione muscolare.

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Eliche nelle molecole biologiche

L’α-elica è una spirale stabilizzata da legami a idrogeno (i → i+4). Nelle proteine è quasi sempre destrorsa perché gli amminoacidi L rendono sfavorita la sinistrorsa.

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Eliche nelle molecole biologiche

L’α-elica è una spirale stabilizzata da legami a idrogeno (i → i+4). Nelle proteine è quasi sempre destrorsa perché gli amminoacidi L rendono sfavorita la sinistrorsa.

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α-elica e β-foglietto nelle proteine

La struttura secondaria delle proteine comprende principalmente α-elica e foglietto β. L’α-elica è una spirale stabilizzata da legami a idrogeno tra residui vicini della catena polipeptidica. Il foglietto β è formato da catene estese affiancate, parallele o antiparallele, tenute insieme da legami a idrogeno tra filamenti adiacenti.

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α-elica e membrana

Le proteine transmembrana attraversano spesso il doppio strato lipidico grazie a segmenti in α-elica. In questa conformazione, le catene laterali idrofobe degli amminoacidi sono orientate verso l’esterno e interagiscono con le code lipidiche idrofobe dei fosfolipidi. Al contrario, l’ossatura polipeptidica, più idrofila, viene stabilizzata all’interno dell’elica tramite legami a idrogeno tra i gruppi carbonilici e ammidici.

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Elica superavvolta

Un esempio di coiled coil è lo zipper leucina GCN4 (PDB 1zik). È un motivo in cui più α-eliche si avvolgono tra loro, tipico delle interazioni proteina-proteina.

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I foglietti β emergono quando segmenti di catena polipeptidica affiancati si connettono tramite legami a idrogeno tra ossature adiacenti (Figura 01.16-13). Se i filamenti scorrono nella stessa direzione sequenziale (N→C), il foglietto è detto parallelo; se invece la direzione è opposta tra filamenti vicini, si parla di antiparallelo (Figura 01.16-17). Entrambi danno origine a superfici pieghettate, meccanicamente rigide, che spesso contribuiscono al “core” idrofobo delle proteine. Anche la piccola HPr (Figura 01.16-11) contiene più filamenti β organizzati in un foglietto compatto.

I foglietti β impartiscono proprietà fisiche peculiari. La fibroina della seta deve la sua notevole resistenza alla trazione all’impaccamento regolare di foglietti β estesi. Inoltre, questi motivi consentono la formazione di fibre amiloidi: aggregati poco solubili stabilizzati da impilamenti di foglietti β con le catene laterali che si interdigitano come i denti di una cerniera (Figura 01.16-18). Tali architetture “cross‑β” possono svolgere funzioni cellulari specifiche, ma in alcuni contesti risultano coinvolte nel peggioramento di patologie proteotossiche.

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Struttura dell’emoglobina umana.

L’emoglobina (αβ)₂ è un tetramero formato da 2 subunità α e 2 β, ciascuna con un gruppo eme contenente ferro. La cooperatività tra subunità aumenta l’affinità per O₂ durante il legame.

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Tipi di foglietto β

I foglietti β possono disporsi secondo due diversi orientamenti dei filamenti polipeptidici:  antiparallelo e parallelo. Foglietto β antiparallelo: i filamenti adiacenti sono orientati in direzioni opposte. Foglietto β parallelo: i filamenti scorrono nella stessa direzione. Entrambe le configurazioni sono molto comuni nelle proteine. Per convenzione, la freccia associata a ciascun filamento indica la direzione della catena e punta verso l’estremità C-terminale.

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Rappresentazione della conformazione proteica

Le proteine presentano quattro livelli di organizzazione: struttura primaria, secondaria, terziaria e quaternaria. La conformazione tridimensionale di una proteina può essere rappresentata con diversi modelli grafici.

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Fibre amiloidi

La figura mostra la struttura cross-β delle fibrille amiloidi: i β-strands sono perpendicolari all’asse fibrillare e stabilizzati da legami a idrogeno (distanza ~4,7 Å). Più foglietti β (~10 Å) si associano formando protofibrille, che aggregano fino alla fibrilla amiloide matura.

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Un ripiegamento non corretto può indirizzare alcune proteine verso forme altamente ordinate note come fibrille amiloidi, strutture robuste con architettura a “cross-β” che tendono ad aggregare e a perturbare l’omeostasi cellulare. Questi assemblaggi sono implicati in numerose malattie neurodegenerative, tra cui il morbo di Alzheimer e la malattia di Huntington, nelle quali specie oligomeriche e fibrillari alterano funzioni sinaptiche, metabolismo proteico e vitalità neuronale. In un sottogruppo di encefalopatie spongiformi trasmissibili, l’agente eziologico è una proteina mal ripiegata, il prione, capace di indurre un rimodellamento conformazionale a stampo della corrispondente proteina nativa. Esempi classici includono la scrapie negli ovini, l’encefalopatia spongiforme bovina (BSE) nei bovini e la malattia di Creutzfeldt-Jakob (CJD) nell’uomo.

Nel sistema nervoso, la proteina prionica patologica converte la forma fisiologica nella conformazione anomala mediante un processo di “templated misfolding”. La conseguente nucleazione e polimerizzazione portano alla formazione di aggregati proteici (Figura 01.16-19), i quali possono diffondere lungo circuiti neuronali e tra cellule adiacenti. Tale propagazione, unitamente alla notevole resistenza alla proteolisi e ai trattamenti convenzionali di sterilizzazione, spiega la natura “infettiva” dei prioni e la loro trasmissione attraverso alimenti, sangue o strumenti chirurgici contaminati. Sebbene le cellule dispongano di sistemi di proteostasi (chaperonine, proteasoma, autofagia) per intercettare e degradare proteine anomale, un sovraccarico o un difetto di questi meccanismi può favorire l’accumulo amiloide e il danno tissutale.

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Malattie da prioni

La proteina prionica (PrP) è normalmente espressa soprattutto nel sistema nervoso. La forma fisiologica PrPᶜ è solubile, ricca di α-eliche e ancorata alla membrana cellulare. Quando assume la conformazione patologica PrPˢᶜ, più ricca di foglietti β, diventa resistente alla degradazione e tende ad aggregarsi, inducendo altre PrPᶜ a convertirsi. Questo processo porta all’accumulo di aggregati nel cervello e alle encefalopatie spongiformi trasmissibili (es. Creutzfeldt-Jakob, BSE, kuru).

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La struttura proteica si organizza su livelli gerarchici interdipendenti. La sequenza di amminoacidi determina la struttura primaria, dalla quale emergono gli elementi regolari di struttura secondaria, principalmente α-eliche e foglietti β, stabilizzati da legami a idrogeno lungo lo scheletro polipeptidico. L’insieme tridimensionale adottato dall’intera catena prende il nome di struttura terziaria e include, oltre a eliche e foglietti, anse, tratti irregolari e ripiegamenti che connettono l’estremità N-terminale a quella C-terminale. Quando più catene si associano in un complesso funzionale, la loro disposizione spaziale definisce la struttura quaternaria. Interazioni idrofobiche, legami a idrogeno, ponti disolfuro e contatti ionici cooperano nella stabilizzazione di questi livelli.

All’interno di molte proteine si riconoscono unità autonome, i domini, porzioni di 40–350 amminoacidi capaci di ripiegarsi indipendentemente in un nucleo compatto e stabile. I domini costituiscono i moduli funzionali e strutturali riutilizzati dall’evoluzione, spesso combinati in proteine di grandi dimensioni (Figura 01.16-20). Domini diversi possono mediare compiti distinti nella stessa molecola. Un esempio è la proteina batterica CAP (Figura 01.16-20), in cui un dominio lega il DNA, mentre un secondo dominio riconosce l’AMP ciclico. Il legame dell’AMP ciclico induce un’alterazione allosterica nel dominio di regolazione che abilita il dominio di legame al DNA a riconoscere una sequenza specifica, modulando così l’espressione genica.

Accanto ai domini, ricorrono motivi o “superstrutture” secondarie (per esempio, helix–turn–helix, β-hairpin) che fungono da mattoni ricorrenti in differenti contesti proteici. Modelli a nastro di domini di natura diversa, riportati nella (Figura 01.16-21), illustrano la varietà di questi moduli e le relazioni tra forma e funzione.

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Organizzazione dei domini proteici e struttura atomica del modulo elicasi Dhr1 di S. cerevisiae (Dhr1-Hel)

Molte proteine sono organizzate in domini distinti, strutture globulari stabili formate da α-eliche e foglietti β. La figura mostra l’architettura di Dhr1 (NTD, RecA1/RecA2, WH, HB, OB, CTD) e la struttura cristallografica di Dhr1-Hel, con l’elica 24 del CTD evidenziata. Sono inoltre indicate le eliche 13–14 di RecA2 e i residui mutati (K420, N570, K637, L639).

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Organizzazione dei domini proteici e struttura atomica del modulo elicasi Dhr1 di S. cerevisiae (Dhr1-Hel)

Molte proteine sono organizzate in domini distinti, strutture globulari stabili formate da α-eliche e foglietti β. La figura mostra l’architettura di Dhr1 (NTD, RecA1/RecA2, WH, HB, OB, CTD) e la struttura cristallografica di Dhr1-Hel, con l’elica 24 del CTD evidenziata. Sono inoltre indicate le eliche 13–14 di RecA2 e i residui mutati (K420, N570, K637, L639).

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Diversità dei domini proteici

Modelli a nastro mostrano domini proteici con strutture diverse e la classificazione SEED di nove proteine con intermedi di ripiegamento determinati sperimentalmente. I domini SEED sono colorati in sequenza N-terminale → C-terminale (rosso, blu, verde), mentre le regioni non classificate sono in grigio. Identificativi PDB/catene: 1alc_, 206l_, 3blm_; 101m_, 1ot8A, 1vzyA; 2pbkB, 2g8c_, 1wyiA.

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Proteine di piccole dimensioni, come la mioglobina che trasporta ossigeno nel tessuto muscolare, tendono a essere costituite da un singolo dominio (Figura 01.16-10). Proteine più ampie possono integrare numerosi domini collegati da tratti di catena poveri di struttura regolare. Queste regioni intrinsecamente disordinate (IDR) non adottano un’unica conformazione stabile, ma fluttuano dinamicamente per via dell’agitazione termica.

Algoritmi bioinformatici, basati su proprietà come la bassa complessità di sequenza e la scarsità di residui idrofobici, hanno permesso di identificarle su larga scala. Si stima che circa un terzo delle proteine eucariotiche presenti segmenti disordinati più lunghi di 30 residui. L’assenza di struttura non è sinonimo di assenza di funzione: le IDR sono particolarmente adatte a interazioni transitorie e regolative. Tra i ruoli tipici si annoverano:

• segmenti flessibili di collegamento tra domini che consentono movimenti allosterici e rimodellamenti conformazionali;
• piattaforme per modificazioni post-traduzionali (per esempio fosforilazioni multiple) che integrano segnali cellula-specifici;
• motivi di riconoscimento a bassa affinità e alta specificità (SLiMs, MoRFs) per interazioni temporanee con partner diversi;
• partecipazione a condensati biomolecolari tramite separazione di fase, favorendo la compartimentazione senza membrana di processi come trascrizione e risposta allo stress.

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Varietà delle proteine

Il Protein Data Bank (PDB) è un archivio per dati di struttura in 3-D di proteine e acidi nucleici. Questi dati, ottenuti soprattutto grazie alla cristallografia ai raggi X o alla spettrografia NMR, depositati da biologi e biochimici di tutto il mondo, sono di pubblico dominio e sono accessibili gratuitamente. Il database è il deposito centrale dei dati biologici di struttura.

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Con 20 amminoacidi, lo spazio delle sequenze cresce combinatoriamente: una catena di lunghezza \(n\) possiede \(20^n\) possibili disposizioni. Già per \(n=5\) si ottengono \(20^5 = 3,2\) milioni di sequenze; per una proteina di 200 residui, \(20^{200}\) supera di gran lunga \(10^{260}\). Solo una frazione esigua di questo spazio corrisponde a polipeptidi che si ripiegano in modo efficiente in una conformazione tridimensionale stabile, solubile e funzionalmente adeguata.

La selezione naturale ha favorito sequenze che massimizzano la stabilità del nucleo idrofobico, minimizzano la tendenza all’aggregazione e conferiscono le proprietà chimiche richieste dall’attività biologica. Piccole variazioni, anche limitate ad alcuni atomi in un residuo critico, possono perturbare il sito attivo, la dinamica conformazionale o l’interfaccia di legame, con perdita di funzione. Per contro, molti fold strutturali, e i domini che li incarnano, sono rimasti altamente conservati lungo linee evolutive distanti. Esempi notevoli includono domini di legame al DNA che mantengono la medesima topologia in regolatori trascrizionali di lieviti, animali e piante, nonostante oltre un miliardo di anni di divergenza.

L’equilibrio tra stabilità e funzione non è unico: esistono compromessi tra robustezza termodinamica, efficienza catalitica, specificità e prevenzione dell’aggregazione. La rete di proteostasi, con chaperoni e sistemi di degradazione, permette alle cellule di tollerare variazioni limitate, ma sequenze con forte propensione all’associazione indesiderata vengono generalmente eliminate durante l’evoluzione.

Una volta acquisiti un ripiegamento affidabile e proprietà vantaggiose, le proteine possono divergere per mutazione, duplicazione genica e riassortimento modulare, originando famiglie di omologhi con sequenze e strutture tridimensionali affini. Mantenendo una cornice strutturale condivisa, i membri della stessa famiglia possono specializzarsi in funzioni differenti attraverso modifiche locali di siti attivi, superfici di legame o elementi regolativi.

Le serina-proteasi rappresentano un caso paradigmatico. Questi enzimi proteolitici condividono un fold quasi sovrapponibile (Figura 01.16-22) e un medesimo nucleo catalitico, la triade Ser–His–Asp, ma differiscono per la specificità verso i substrati. Enzimi digestivi come tripsina e chimotripsina, e proteasi implicate nella coagulazione ematica quali trombina e fattore Xa, mostrano una forte conservazione dell’architettura globale; la discriminazione del legame peptidico da idrolizzare è determinata da cambiamenti mirati nelle tasche di specificità e nelle regioni di riconoscimento del substrato. L’elevata somiglianza delle catene, lunghe centinaia di residui, si traduce in tracciati tridimensionali pressoché identici, mentre modeste variazioni nelle aree funzionali producono attività distinte.

La classificazione in famiglie non si basa solo sulla sequenza, ma integra struttura e funzione. Omologhi ortologhi conservano in genere la funzione in specie diverse, mentre i paraloghi, derivati da duplicazioni all’interno dello stesso genoma, tendono a divergere funzionalmente. In molti casi, la ricombinazione di domini — per esempio, l’accoppiamento di un dominio catalitico con un dominio di legame a specifici partner — amplia il repertorio funzionale senza inventare ex novo interi ripiegamenti, sfruttando così la modularità intrinseca delle proteine.

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Serina proteasi

Struttura cristallografica della chimotripsina bovina (PDB 1CBW) con residui catalitici in giallo. Le serina proteasi sono enzimi proteolitici: elastasi e chimotripsina mostrano conformazioni molto simili nonostante condividano pochi residui (in verde). Il sito attivo è evidenziato in rosso e i residui catalitici in giallo; nella chimotripsina i pallini neri indicano le estremità generate dal taglio della catena polipeptidica.

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Nell’ambiente cellulare, le stesse forze deboli non covalenti che guidano il ripiegamento di una catena polipeptidica verso una conformazione definita promuovono anche l’associazione cooperativa tra proteine. La porzione di superficie che interagisce in modo complementare con un’altra molecola attraverso molteplici contatti (legami a idrogeno, interazioni ioniche, forze di van der Waals ed effetti idrofobici) costituisce un sito di legame. Una singola proteina può esibire molteplici siti con specificità distinte per ligandi sia piccoli sia macromolecolari. Quando la complementarità geometrica e chimica tra due superfici proteiche è elevata, l’associazione è stabile e definisce una struttura quaternaria caratteristica. In questo contesto, ciascuna catena polipeptidica di un complesso è detta subunità, e ogni subunità può essere a sua volta composta da più domini strutturali.

L’interazione tra subunità è descrivibile in termini di equilibrio di legame, ad esempio per un dimero omomero: \(P + P \rightleftharpoons P_2\), con \(K_d = \frac{[P]^2}{[P_2]}\). Valori di \(K_d\) nell’intervallo nanomolare–micromolare riflettono, rispettivamente, complessi molto stabili o più dinamici. Oltre a favorire la stabilità, l’oligomerizzazione introduce proprietà collettive non presenti nelle singole subunità, come allosteria e regolazione cooperativa:

• Vantaggi funzionali dell’oligomeria: aumento della stabilità termodinamica del complesso e riduzione della superficie esposta al solvente;
• modularità: combinazione di domini e subunità diverse per creare nuove funzioni catalitiche o regolatorie;
• regolazione: trasduzione di segnali allosterici tra siti di legame distanti e controllo della cooperatività;
• controllo della specificità: interfacce simmetriche limitano associazioni spurie e favoriscono architetture definite.

Nel caso più semplice, due catene identiche pre-ripiegate formano un dimero con simmetria semplice, mediato da un’interfaccia isologa tra siti di legame equivalenti. La proteina CAP dei batteri costituisce un esempio di omodimero (Figura 01.16-23) generato da due copie uguali della subunità illustrata in (Figura 01.16-20). Numerosi complessi cellulari mostrano simmetrie ripetute costruite a partire da una sola specie di subunità; la neuramminidasi è un tetramero con simmetria ciclica a quattro ripetizioni, organizzato in una struttura anulare (Figura 01.16-23). Accanto agli omooligomeri sono molto diffusi complessi eteromeri. L’emoglobina, la proteina trasportatrice di O2 degli eritrociti, è formata da due subunità di α-globina e due di β-globina, con disposizione simmetrica α2β2 (Figura 01.16-24); la sua architettura consente transizioni allosteriche tra stati conformazionali con diversa affinità per l’ossigeno.

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Complessi proteici multimerici

Molte proteine sono costituite da più copie della stessa subunità polipeptidica. (A) La CAP forma un dimero simmetrico composto da due catene identiche. (B) La neuramminidasi forma un tetramero simmetrico con quattro catene uguali disposte ad anello. In entrambi i casi, le strutture sono stabilizzate da interazioni di legame identiche: un singolo sito di legame genera il dimero, mentre due siti diversi portano al tetramero.

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Organizzazione dei domini proteici e struttura atomica del modulo elicasi Dhr1 di S. cerevisiae (Dhr1-Hel)

Molte proteine sono organizzate in domini distinti, strutture globulari stabili formate da α-eliche e foglietti β. La figura mostra l’architettura di Dhr1 (NTD, RecA1/RecA2, WH, HB, OB, CTD) e la struttura cristallografica di Dhr1-Hel, con l’elica 24 del CTD evidenziata. Sono inoltre indicate le eliche 13–14 di RecA2 e i residui mutati (K420, N570, K637, L639).

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Complessi proteici multimerici

Molte proteine sono costituite da più copie della stessa subunità polipeptidica. (A) La CAP forma un dimero simmetrico composto da due catene identiche. (B) La neuramminidasi forma un tetramero simmetrico con quattro catene uguali disposte ad anello. In entrambi i casi, le strutture sono stabilizzate da interazioni di legame identiche: un singolo sito di legame genera il dimero, mentre due siti diversi portano al tetramero.

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Emoglobina

Alcune proteine si formano per aggregazione simmetrica di subunità di due tipi. L’emoglobina, proteina che trasporta ossigeno e abbonda nei globuli rossi, si compone di due copie di α-globina (in verde) e due copie di β-globina (in blu). Ognuna di queste quattro catene polipeptidiche contiene una molecola di eme (in rosso), in cui è presente il sito di legame per l’ossigeno (O₂); ogni molecola di emoglobina del sangue, quindi, trasporta quattro molecole di ossigeno.

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Le proteine non si limitano a formare oligomeri compatti: spesso si auto-organizzano in strutture sovramolecolari estese. Un modo ricorrente è l’assemblaggio testa-coda lungo un asse, in cui un sito di legame su una molecola riconosce una regione complementare sulla successiva. Se l’interazione è ripetitiva, la catena di subunità adotta un’architettura elicoidale definita da un angolo di rotazione e da un avanzamento per subunità (Figura 01.16-14), consentendo una crescita potenzialmente illimitata in entrambe le direzioni (Figura 01.16-25). Un esempio emblematico è il filamento di actina, un polimero elicoidale allungato derivante dall’assemblaggio di molte unità di actina (Figura 01.16-26). Nell’eucariota, l’actina è fondamentale per la dinamica del citoscheletro e presenta polarità strutturale, con estremi “più” e “meno” che regolano la cinetica di crescita e disassemblaggio.

Organizzazioni alternative includono forme tubulari e involucri chiusi. I microtubuli (Figura 01.16-27) risultano dall’associazione laterale di protofilamenti di tubulina in un cilindro cavo con precisione geometrica; simmetricamente, molti virus incapsulano il proprio genoma in capside proteici che formano gusci sferici o icosaedrici (Figura 01.16-28), massimizzando stabilità con un numero limitato di tipi di subunità. Altre megastrutture, come ribosomi e ribonucleoproteine, combinano più specie proteiche con RNA o DNA in architetture a funzione altamente coordinata. Questi complessi possono essere isolati, dissociati nei costituenti e, in condizioni adeguate di composizione e ambiente, riassemblati spontaneamente. Tale comportamento indica che l’informazione necessaria all’autoassemblaggio è codificata nelle superfici delle macromolecole; la formazione è termodinamicamente favorita quando \( \Delta G = \Delta H - T\Delta S < 0 \), condizione che dipende da complementarità strutturale, concentrazione e ioni cofattori.

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Eliche nelle molecole biologiche

L’α-elica è una spirale stabilizzata da legami a idrogeno (i → i+4). Nelle proteine è quasi sempre destrorsa perché gli amminoacidi L rendono sfavorita la sinistrorsa.

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Aggregazione di subunità proteiche identiche

La figura mostra i possibili percorsi di auto-assemblaggio proteico. Da un monomero si formano oligomeri, intermedi chiave da cui possono originare strutture ordinate (cristalli, superstrutture), disperse (colloidi) o disordinate (aggregati amorfi). In alternativa, gli oligomeri possono evolvere in fibrille e fibrille amiloidi, molto stabili e spesso associate a patologie.

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Filamento di actina (G-actina e F-actina)

L’immagine mostra come le molecole di G-actina (actina globulare) possano assemblarsi formando la F-actina, un filamento composto da subunità ripetute. Il filamento di actina è una lunga struttura elicoidale costituita da molte molecole identiche, che può includere migliaia di subunità e raggiungere lunghezze di diversi micrometri nella cellula.

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Assemblaggi da subunità proteiche

Subunità proteiche identiche possono auto-organizzarsi in strutture diverse, come filamenti, tubuli cavi e gusci sferici. Ad esempio, l’actina polimerizza formando i filamenti di actina, la tubulina si assembla in microtubuli cavi, mentre alcune proteine virali costruiscono un guscio sferico (capside) che avvolge e protegge il genoma del virus.

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Capsidi virali

Molti capsidi virali sono aggregati proteici sferici. I capsidi virali sono formati da molte copie di un piccolo insieme di subunità proteiche. L’acido nucleico del virus (DNA o RNA) è contenuto all’interno. Human Rhinovirus presenta una protrusione strutturale lungo gli assi di simmetria a 5 volte (GP 1). È presente anche un’altra protrusione lungo la direzione 5–3 GC; tuttavia, nessuno degli insiemi di punti corrispondenti a queste protrusioni si adatta bene al capside virale.

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Molti enzimi e regolatori intracellulari sono proteine globulari, con catene polipeptidiche ripiegate in agglomerati compatti e superfici irregolari adatte al riconoscimento molecolare (Figura 01.16-10). In altri contesti funzionali è invece richiesto che la singola molecola copra distanze maggiori o trasferisca forze meccaniche: in tali casi prevalgono architetture allungate relativamente semplici, le cosiddette proteine fibrose.

Una famiglia ampia di proteine fibrose intracellulari è rappresentata dalle cheratine di tipo α, già incontrate in relazione all’α-elica. Le loro unità fondamentali sono dimeri a coiled-coil, in cui due α-eliche parallele si avvolgono l’una sull’altra secondo un registro eptadico caratteristico, stabilizzato da residui idrofobici nei siti a e d e da specifiche interazioni laterali (Figura 01.16-16). Le estremità delle regioni coiled-coil ospitano domini globulari con siti di interazione che mediano l’assemblaggio gerarchico in filamenti intermedi, elementi del citoscheletro che impartiscono resistenza meccanica a cellule e tessuti. L’elevata stabilità dei filamenti di cheratina spiega la persistenza di strutture come capelli, unghie e rivestimenti cornei.

All’esterno della cellula, proteine fibrose costituiscono l’impalcatura della matrice extracellulare, una rete idratata che conferisce coesione ai tessuti. Il collagene è la componente più abbondante nei vertebrati. Ogni molecola di procollagene comprende tre catene polipeptidiche che, grazie a una ripetizione quasi regolare Gly–X–Y (con X e Y spesso Pro e idrossi-Pro), si avvolgono in una tripla elica con la glicina rivolta verso l’asse centrale, dove è essenziale il suo raggio sterico minimo (Figura 01.16-29). Più tripliche eliche si allineano in modo sfalsato testa-coda e fianco a fianco dando origine a fibrille di collagene estremamente robuste, la cui resistenza deriva sia dall’impaccamento ordinato sia da legami crociati covalenti maturati enzimaticamente su residui di lisina. La corretta biosintesi del collagene dipende da modificazioni post-traduzionali, come l’idrossilazione di Pro e Lys, che stabilizzano la tripla elica mediante legami a idrogeno addizionali.

In netto contrasto strutturale con il collagene, l’elastina forma reti flessibili. Le sue catene sono ricche di segmenti idrofobici disordinati e vengono interconnesse da legami covalenti specifici (ad esempio, desmosina e isodesmosina derivanti da lisina), generando maglie elastomeriche a comportamento “gommoso”. Le fibre elastiche permettono a pelle, vasi arteriosi e parenchima polmonare di allungarsi e recuperare la lunghezza originaria senza frattura; l’energia elastica ha natura prevalentemente entropica, poiché il tratto “stirato” riduce la varietà conformazionale disponibile, mentre il rilascio ripristina lo stato a maggiore entropia (Figura 01.16-29).

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Varietà delle proteine

Il Protein Data Bank (PDB) è un archivio per dati di struttura in 3-D di proteine e acidi nucleici. Questi dati, ottenuti soprattutto grazie alla cristallografia ai raggi X o alla spettrografia NMR, depositati da biologi e biochimici di tutto il mondo, sono di pubblico dominio e sono accessibili gratuitamente. Il database è il deposito centrale dei dati biologici di struttura.

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Elica superavvolta

Un esempio di coiled coil è lo zipper leucina GCN4 (PDB 1zik). È un motivo in cui più α-eliche si avvolgono tra loro, tipico delle interazioni proteina-proteina.

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Collagene

La tripla elica del collagene (elica di tipo 2) è la principale struttura secondaria dei collageni fibrosi, incluso il collagene di tipo I. Nel 1954 Ramachandran e Kartha proposero questo modello basandosi su dati di diffrazione su fibre. La struttura è formata da tre catene con sequenza ripetitiva glicina–X–Y (spesso prolina o idrossiprolina), detta tropocollagene. Le triple eliche si organizzano in fibrille che poi si assemblano in fibre più grandi, come nei tendini.

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Collagene

La tripla elica del collagene (elica di tipo 2) è la principale struttura secondaria dei collageni fibrosi, incluso il collagene di tipo I. Nel 1954 Ramachandran e Kartha proposero questo modello basandosi su dati di diffrazione su fibre. La struttura è formata da tre catene con sequenza ripetitiva glicina–X–Y (spesso prolina o idrossiprolina), detta tropocollagene. Le triple eliche si organizzano in fibrille che poi si assemblano in fibre più grandi, come nei tendini.

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Proteine ancorate alla superficie cellulare o secrete nella matrice extracellulare incontrano condizioni più ossidanti, variazioni di pH e stress meccanici che richiedono stabilizzazioni aggiuntive. Un meccanismo diffuso è l’introduzione di legami covalenti crociati, che possono collegare due residui all’interno della stessa catena (intramolecolari) o unire catene distinte (intermolecolari), come avviene nelle fibrille collageniche o nelle reti elastiche. Tali crociamenti limitano fluttuazioni indotte dal solvente e fissano configurazioni favorevoli dal punto di vista energetico.

I legami crociati più comuni sono i ponti disolfuro, ossia legami S–S tra due cisteine. Nella via secretoria, il reticolo endoplasmatico fornisce un ambiente ossidante e gli enzimi proteina-disolfuro isomerasi catalizzano sia la formazione sia il riarrangiamento dei ponti per ottenere l’assetto nativo (Figura 01.16-30). I ponti disolfuro non impongono nuove pieghe, ma agiscono come “graffette atomiche” che consolidano la conformazione più stabile. Un esempio classico è il lisozima, presente in lacrime e saliva, la cui attività antibatterica persiste a lungo grazie a un reticolo di ponti disolfuro che ne riduce la suscettibilità alla denaturazione. Anche le immunoglobuline sfruttano disolfuri per connettere domini e catene, conferendo tenuta meccanica e resistenza proteasica.

In citosol, la formazione di S–S è sfavorita dall’ambiente fortemente riducente (rapporto elevato GSH/GSSG), per cui i gruppi tiolici della cisteina rimangono prevalentemente in forma –SH. Non sorprende quindi che le proteine citosoliche non necessitino di tali rinforzi, mentre compartimenti più ossidanti, come lume del reticolo ed endomembrane o il periplasma batterico, promuovono la maturazione di ponti disolfuro. Oltre ai disolfuri, esistono altri legami crociati rilevanti: tra essi, i ponti catalizzati da lisil ossidasi nelle fibrille di collagene e i legami ε-(γ-glutamil)–lisina mediati da transglutaminasi, che aumentano la resistenza dei tessuti;

in sintesi, l’equilibrio tra autoassemblaggio governato da interazioni non covalenti e “cuciture” covalenti consente alle proteine di costruire complessi modulari, dinamici e al contempo sufficientemente robusti per operare in contesti cellulari ed extracellulari.

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Ponti disolfuro

Il peptide mapping è una tecnica analitica usata per verificare l’integrità di una proteina e individuare modifiche o impurità, come ponti disolfuro errati (S–S scrambling). È fondamentale per l’insulina, poiché i legami S–S sono essenziali per struttura e funzione. La proteina viene digerita (es. con tripsina) e i peptidi analizzati tramite cromatografia e spettrometria di massa. In questo modo si distinguono ponti corretti da configurazioni anomale che possono alterare stabilità ed efficacia.

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